Abstract and keywords
Abstract (English):
The research on the sterlet roe artificial insemination using cryopreserved sperm was carried out in the research base of the RAS Southern Scientific Centre (the Rostov region). Reproductive cells (including cryopreserved cells), larvae, sterlet fry ( Acipenser ruthenus Linnaeus, 1758) were taken as an object of research. A half of the roe (1.7 kg) taken from female starlet was inseminated by native sperm (control group); another half was inseminated by defrosted sperm of two males, which was stored in liquid nitrogen at -196ºC during 3 years (pilot group). Incubation lasted 5 days at water temperature 14.5-18.2ºC, with daily fluctuations of temperature 1.9ºC. Roe insemination in the control group made 90%, in the pilot group - 70%. Roe embryonic growth in the control group was faster, but embryogenesis duration in the pilot group met the standard time limits. Hatching prolarvae in the control group started one hour earlier, than in the pilot group; it made 75% and 60% of all incubated roe, correspondingly. Waste during the period of larvae maturing before they pass to mixed feeding was negligible - 2% in the control group and 3.4% in the pilot group. According to the test results, "open field" of reactivity of the central nervous system in the pilot group fry didn’t change from the control group fry, but more active response to stimuli was noted in the pilot group, which is very important for fry adaptation to the conditions in natural water basins. It was established that sterlet offspring obtained with use of defrosted sexual cells does not differ from the offspring obtained using native sperm and has higher morphometric characteristics. The test results prove the possibility and practicability of using sexual cells stored in liquid nitrogen for artificial restoration and formation of sturgeon fish broodstocks.

Keywords:
biodiversity, cryopreservation, sterlet, reproductive cells, broodstock
Text
Глобальной проблемой современной экологии является сокращение биоразнообразия. Из-за антропогенного воздействия происходит интенсивное обеднение природы. За последнее столетие с лица Земли исчезло до 25 тыс. видов высших растений и более 1 тыс. видов позвоночных животных [1]. В настоящее время охрана природы является одной из самых важных и имеющих мировое значение проблем. Без специальных мер охраны некоторые виды животных выжить не могут, и количество таких видов, в частности видов рыб, увеличивается с каждым годом. Скорость сокращения видов устойчиво растет. Так, с 1600 по 1975 г. вымерло примерно 1,2 % животных, а к концу 1980-х гг. под угрозой вымирания находилось не менее 1 000 видов, что составляет около 8 % животных, обитающих на планете Земля. Сохранение такой тенденции может привести к тому, что к 2050 г. исчезнет до 50 % видов [2]. Природные и антропогенные факторы привели к тому, что многие виды рыб находятся на грани исчезновения, некоторые отнесены к разряду редких и исчезающих и внесены в Красные книги. Например, осетровые, белорыбица и другие популяции находятся в крайне депрессивном состоянии. В начале ХХ столетия стада осетровых рыб сохранялись в Азово-Черноморском и Каспийском бассейнах, а к началу XXI в. небольшое стадо осталось лишь в Каспийском море, но и оно исчезает быстрыми темпами. Именно поэтому особое беспокойство вызывает состояние осетровых рыб в этом регионе, где сосредоточено свыше 90 % мировых запасов. Из-за резкого сокращения природных запасов Россия уже 10 лет не ведёт промышленного лова осетровых рыб, остальные прикаспийские государства приняли мораторий на отлов этих рыб в последние 2-3 года [3]. В отсутствие естественного воспроизводства осетровых рыб важная роль отводится искусственному воспроизводству, которое в 1970-1980-х гг., после зарегулирования рек, имело основное значение в восстановлении численности природных популяций осетровых рыб [3]. Но и искусственное воспроизводство не способно полностью восстановить популяции в естественных водоемах. Актуальность разработки и создания новых, экономически эффективных биотехнологий для аквакультуры и сохранения биоразнообразия гидробионтов возрастает. Особенно они необходимы для решения задач по спасению редких и исчезающих видов рыб. Для восполнения сократившегося количества каспийских и азовских осетровых, сохранения и увеличения их промысловых запасов необходимо стремительное развитие искусственного воспроизводства осетровых, формирование высокопродуктивных маточных стад редких и исчезающих видов [4, 5]. Однако в настоящее время на рыбоводных заводах, вследствие дефицита производителей, наблюдается упрощенный подход к формированию маточных стад - использование близкородственных пар при скрещивании, что негативно влияет на качество потомства и структуру популяционного генофонда. Существующие технологические схемы аквакультуры недостаточно эффективны. В случае массовых заболеваний, стихийных бедствий и техногенных катастроф рыбоводные заводы и рыбопитомники, хозяйства марикультуры окажутся неспособными обеспечить производство посадочного материала в необходимых количествах. Кроме того, для восстановления их работы потребуются значительные время и средства. Работа рыбоводных заводов по воспроизводству естественных популяций осложняется недостатком полноценных производителей рыб, особенно осетровых [6]. Широкие перспективы для сохранения и рационального использования генетических ресурсов открывает технология криоконсервации репродуктивных клеток животных, в том числе рыб. Прогресс в области криобиологии, биологии развития, популяционной генетики и селекции рыб, а также в других областях науки позволяет приступить к созданию новых технологий аквакультуры, отличающихся более высокой экономической эффективностью и стабильностью. Важнейшим направлением этой деятельности являются формирование и содержание генофондных коллекций - как живых, так и сохраняемых в виде криоконсервированного репродуктивного материала, главным образом спермы. В настоящее время криотехнологии являются стратегически важными, в том числе антикризисными технологиями, для решения проблем, связанных с сохранением генетического биоразнообразия рыб. Использование криоконсервированной спермы на заводах по искусственному воспроизводству, а также на предприятиях аквакультуры позволит сформировать генетически разнородное стадо, сократит площади и затраты на содержание самцов, следствием чего станет увеличение продукционного стада самок. Применение криоспермы возможно в любое время, без риска несвоевременного созревания производителей или получения от них половых продуктов ненадлежащего качества [7-20]. В связи с вышеизложенным целью исследования являлось изучение возможности создания маточного стада стерляди с использованием криоконсервированных репродуктивных клеток. Материалы и методы исследований Исследования проводились на научной базе поселка Кагальник Ростовской области с использованием уникальной научной установки № 73602 и Биоресурсной коллекции редких и исчезающих видов Южного научного центра РАН. Объектом исследований служили репродуктивные клетки (в том числе криоконсервированные), личинки, молодь стерляди (Acipenser ruthenus Linnaeus, 1758). Оценку качества спермы проводили методом микроскопирования с использованием шкалы Г. М. Персова (1953) [21] - регистрировали процентное соотношение спермиев с поступательным и колебательным движением и общего количества живых сперматозоидов, время жизни спермиев после их активации фиксировали с помощью секундомера [22]. Оплодотворение икры проводили по стандартной технологии [23]. В эксперименте использовали самку стерляди, от которой получили икру способом, разработанным С. Б. Подушкой (1986) [24]. Партию икры поделили пополам - одну часть оплодотворили нативной спермой, вторую - дефростированной от двух самцов, которая хранилась в жидком азоте в течение трех лет. Масса самки, взятой для проведения эксперимента по искусственному оплодотворению, составила 1,7 кг, рабочая плодовитость - 20 000 шт. икринок, масса икры - 156 г. Половину икры оплодотворили нативной спермой (активность 95 %, время жизни 620 с) из расчета 10 мл/кг. Вторую половину оплодотворили дефростированной спермой (активность 70 %, время жизни 390 с). Так как при проведении криоконсервации и подготовительных работ к процессу оплодотворения сперма разбавляется в 4 раза, то дефростированной спермы было взято из расчета 40 мл/кг. Обесклеивание икры осуществляли в аппаратах обесклеивания икры (АОИ) речным илом в течение 40 минут. После отмывки икра была заложена на инкубацию в аппарат «Осетр», разделенный на две секции - контрольную и опытную. Аппарат установили в рыбоводный бассейн 1 × 1 с замкнутым циклом водоснабжения. Через сутки определяли процент оплодотворения [23]. В процессе инкубации контролировали гидрохимические показатели воды (температуру, насыщение воды кислородом, рН и др.). Во избежание заражения сапролегнией икру обрабатывали органическим красителем (фиолетовый К). Учет вылупившихся предличинок в контрольной и опытной ячейках аппарата «Осетр» осуществляли сплошным поштучным методом. Затем часть предличинок (по 500 шт. от каждой партии) была отобрана для дальнейшего наблюдения и посажена на выдерживание в аквариумы из органического стекла объемом по 200 л. В период выдерживания поддерживались оптимальные условия среды. После перехода на смешанное питание в аквариумы вносили живой корм - науплии артемии салина (Artemia salina). Для подращивания молоди опытной и контрольной партий использовали пластиковые бассейны ИЦА-2 в системе замкнутого водоснабжения. Молодь кормили живым кормом. В этот контролировали состояние молоди и фиксировали отход в обеих партиях. Через 10 суток после перехода молоди на активное питание обе партии молоди стерляди подвергали тестированию по методике «открытое поле» [25]. В качестве высокочастотного акустического раздражителя использовали удар частотой 800-2 000 Гц. Такие сигналы воспринимаются рыбами внутренним ухом. Следующим показателем был низкочастотный сигнал 20-150 Гц, который воспринимается боковой линией рыб. Еще один раздражитель - свет мощностью 250-300 люкс - воздействует на зрительные доли головного мозга. Опыты проводили в трехкратной повторности, данные подвергали статистической обработке по Г. Ф. Лакину (1973) [26] и Ю. П. Адлер (1969) [27]. Результаты исследования Степень оплодотворения икры в контрольной партии составила 90 %, в опытной партии - 70 %. Процесс инкубации продолжался 5 суток. В этот период очень важную роль играет температурный режим. Температура воды в период инкубации составила 14,5-18,3 °С, суточные колебания в среднем - 1,9 °С. Эмбриональное развитие икры в контроле шло с небольшим опережением по сравнению с опытом, длительность эмбриогенеза в опыте укладывалась в пределы установленных норм. Процесс вылупления предличинок в контроле начался на один час раньше, чем в опыте и составил 75 и 60 % соответственно от икры, заложенной на инкубацию. За период выдерживания предличинок до перехода на смешанное питание отмечался незначительный отход - 2,0 % в контроле и 3,4 % в опыте. Морфометрические показатели предличинок представлены в табл. 1. В конце периода выдерживания предличинки исследуемых партий незначительно отличались по морфометрическим показателям, т. е. различий в раннем онтогенезе выявлено не было. Достоверные различия были отмечены только в длине желточного мешка, что может указывать на большее содержание питательных веществ у группы личинок в опыте в конце периода выдерживания. Это свидетельствует о более интенсивном протекании обменных процессов в контроле по сравнению с опытом. Таблица 1 Морфометрические показатели предличинок стерляди Показатель Массовый выклев Переход на смешанное питание Контроль Опыт Контроль Опыт Масса, мг 12,32 ± 1,03 12,60 ± 0,82 23,61 ± 1,26 26,42 ± 6,2 Длина, мм 8,50 ± 0,25 8,58 ± 0,16 14,07 ± 0,94 14,59 ± 1,13 Длина желточного мешка, мм 3,28 ± 0,07 3,21 ± 0,10 2,43 ± 0,24* 2,89 ± 0,38* Высота желточного мешка, мм 2,36 ± 0,14 2,38 ± 0,14 2,18 ± 0,23 2,47 ± 0,30 * Различия достоверны при р ≤ 0,05. Можно сделать предположение, что партия в опыте развивалась более сбалансированно, чем контрольная. Это согласуется с теорией этапности развития В. В. Васнецова (1953) [28]. Суть этой теории заключается в том, что в течение различных периодов онтогенеза развитие рыб идет не только постепенно и непрерывно, но и прерывисто, скачкообразно, сопровождясь резкими изменениями в строении систем органов. Эти морфологические изменения неразрывно связаны с изменениями биологических особенностей рыб. Следует отметить, что те организмы, которые по отдельным показателям опережают им подобные, меняют свое качество быстрее и являются более приспособленными к последующим условиям среды обитания [23, 29]. Видимо, личинки в опыте оказались более приспособленными к переходу на активное питание, чем особи в контроле. Таким образом, личинки, полученные из дефростированной спермы, которая хранилась в жидком азоте, развивались нормально и не имели существенных отличий от личинок контрольной партии. После перехода на активное питание в период подращивания в течение 10 суток отход составил в контроле 3,6 %, в опыте - 5,4 %. Морфометрические показатели молоди представлены в табл. 2. Таблица 2 Морфометрические показатели молоди стерляди Показатель Начало подращивания Конец подращивания Контроль Опыт Контроль Опыт Масса, мг 23,61 ± 1,26 26,42 ± 6,2 44,73 ± 13,92* 56,5 ± 13,75* Длина, мм 14,07 ± 0,94 14,59 ± 1,13 21,27 ± 1,33 21,02 ± 1,71 * Различия достоверны при р ≤ 0,05. Согласно данным табл. 2, подрощенная молодь, полученная с использованием криоконсервированной спермы, набрала бóльшую конечную массу, чем молодь, полученная обычным способом. Таким образом, глубокая заморозка спермы стерляди и ее хранение в жидком азоте при температуре -196 °С в течение трех лет не оказывает негативного влияния на качество дефростированных половых клеток, а также на эмбриональное развитие и морфометрические показатели личинок и молоди стерляди. Очевидно, что использование дефростированного материала для искусственного осеменения икры целесообразно в условиях недостатка производителей на осетровых рыбоводных предприятиях. Сравнение изменений двигательной активности молоди стерляди, выращенной из нативной и дефростированной спермы, в ответ на различные раздражители - один из основных показателей пригодности технологии криоконсервации для использования в аквакультуре. По литературным данным [25, 30-32], одна из основных причин гибели заводской молоди после выпуска в естественные водоемы - ее интенсивное выедание хищниками, которое практически не зависит от размера молоди, но связано со слабым развитием у таких рыб оборонительного поведения и способности быстро реагировать на внешние раздражители. Результаты биологического тестирования молоди стерляди, полученной с использованием нативной и криоконсервированной спермы, представлены в табл. 3. Таблица 3 Изменение поведения молоди стерляди в исследуемых группах Показатель Контроль Опыт Ориентировочная активность 18,91 ± 5,1 17,87 ± 8,1 Фоновая активность 14,11 ± 3,7 18,75 ± 8,95 Низкочастотный раздражитель 16,61 ± 8,3 20,23 ± 8,9 Высокочастотный раздражитель 15,07 ± 8,6 18,86 ± 6,05 Свет 10,85 ± 5,9 13,80 ± 8,2 Статистическая обработка показала, что между партиями в контроле и опыте нет достоверных различий ни в одном тесте. По средним значениям построен график изменения реакций молоди стерляди в ответ на разные воздействия (рис. 1). Рис. 1. Изменение двигательной активности молоди стерляди по результатам теста «открытое поле» Отсутствие различий в поведении молоди в обеих партиях свидетельствует о нормальном развитии центральной нервной системы (ЦНС) стерляди. Однако необходимо проследить динамику реакций на раздражители (рис. 2). Рис. 2. Динамика двигательной активности молоди стерляди в опыте и контроле: ОА - ориентировочная активность; ФА - фоновая активность; Р1 - высокочастотный раздражитель (800-2 000 Гц); Р2 - низкочастотный раздражитель (20-150 Гц); Р3 - свет мощностью 250-300 люкс На все тестовые раздражители реакция молоди в опыте несколько превышала реакцию в контроле. Динамика реактивности исследуемых групп свидетельствует о том, что в контрольной группе рыбы более возбудимы (ориентировочная активность, фоновая активность). Именно это является причиной более низких ответных реакций при возбуждении органа слуха (высокочастотный раздражитель) и рецепторов боковой линии (низкочастотный раздражитель). Заключение В ходе исследования были получены следующие результаты: - потомство, полученное с использованием криоконсервированной спермы, которая хранилась в жидком азоте в течение трех лет при температуре -196 °С, имело нормальное эмбриональное и постэмбриональное развитие; существенных отличий от потомства в контрольной партии отмечено не было; - по морфометрическим показателям, в частности по конечной массе, подрощенная молодь в опыте немного превосходила молодь в контроле; - реактивность ЦНС «криомолоди» по итогам теста «открытое поле» не отличалась от реактивности ЦНС молоди контрольной партии. Вместе с тем динамика двигательной активности демонстрировала более интенсивную реакцию молоди в опыте на раздражители, что имеет большое значение при адаптации молоди к условиям естественных водоемов. Таким образом, применение криоконсервированной спермы для искусственного оплодотворения икры не оказывает существенного влияния на качество потомства, что подтверждает целесообразность использования методов низкотемпературного консервирования для воспроизводства и формирования ремонтно-маточных стад на рыбоводных предприятиях.
References

1. Bagirov V. A., Ernst L. K., Nasibov Sh. N., Klenovickiy P. M., Iolchiev B. S., Zinov'eva N. A. Sohranenie bioraznoobraziya zhivotnogo mira i ispol'zovanie otdalennoy gibridizacii v zhivotnovodstve // Dostizheniya nauki i tehniki APK. 2009. № 7. S. 54-56.

2. Rozanov S. I. Mesto geneticheskih kriobankov v reshenii problemy sohraneniya bioraznoobraziya // Biofizika zhivoy kletki. 1994. T. 6. S. 8-13.

3. Vasil'eva L. M. Sovremennye problemy osetrovodstva v Rossii i mire // Tehnologii pischevoy i pererabatyvayuschey promyshlennosti APK - produkty zdorovogo pitaniya. 2015. № 2 (6). S. 30-36.

4. Ponomarev S. V., Gamygin E. A., Nikonorov S. I., Ponomareva E. N., Grozesku Yu. N., Bahareva A. A. Tehnologii vyraschivaniya i kormleniya ob'ektov akvakul'tury yuga Rossii (sprav., ucheb. posobie). Astrahan': Nova plyus, 2002. 264 s.

5. Ponomareva E. N., Grigor'ev V. A., Sorokina M. N., Korchunov A. A., Hramova A. V. Tehnologii sohraneniya, vosproizvodstva i racional'nogo ispol'zovaniya morskih biologicheskih resursov v pribrezhnyh zonah. Rostov n/D: Izd-vo YuNC RAN, 2010. 58 s.

6. Anan'ev V. I., Manohina M. S. K voprosu podgotovki novoy redakcii nauchno-tehnicheskoy programmy «Kriobank gidrobiontov» na 2009-2014 gg. // Materialy konf. «Kriokonservaciya kak sposob sohraneniya biologicheskogo raznoobraziya (Puschino, 28-30 oktyabrya 2008 g). Biofizika zhivoy kletki. T. 9. Puschino, 2008. S. 15-16.

7. Bogatyreva M. M. Optimizaciya metodov kriokonservacii spermy dlya sohraneniya genofonda osetrovyh ryb: avtoref. dis. … kand. biol. nauk. Astrahan', 2010. 20 s.

8. Krasil'nikova A. A. Optimizaciya metodiki kriokonservacii spermiev ryb // VIII ezhegod. konf. stud. i aspirantov bazovyh kafedr YuNC RAN (11-26 aprelya 2012 g., g. Rostov-na-Donu): tez. dokl. Rostov n/D: Izd-vo YuNC RAN, 2012. S. 55-56.

9. Krasil'nikova A. A. Universal'naya metodika podbora pronikayushih krioprotektorov dlya raznyh vidov ryb // H ezhegod. nauch. konf. stud. i aspirantov bazovyh kafedr YuNC RAN: tez. dokl. (g. Rostov-na-Donu, 14-29 aprelya 2014 g.). Rostov n/D: Izd-vo YuNC RAN, 2014. S. 25-26.

10. Krasil'nikova A. A., Tihomirov A. M. Sovershenstvovanie kriobiologicheskih podhodov s cel'yu povysheniya rezistentnosti spermatozoidov ryb pri nizkotemperaturnom konservirovanii // Materialy Mezhdunar. nauch. konf. «Aktual'nye voprosy rybnogo hozyaystva i akvakul'tury basseynov yuzhnyh morey» (g. Rostov-na-Donu, 1-3 oktyabrya 2014 g.). Rostov n/D: Izd-vo YuNC RAN, 2014. S. 193-196.

11. Krasil'nikova A. A., Tihomirov A. M. Ob'em zamorazhivaemogo obrazca kak odin iz faktorov vyzhivaemosti spermatozoidov osetrovyh vidov ryb pri kriokonservacii // Estestvennye nauki. 2014. №. 2. S. 62-69.

12. Krasil'nikova A. A. Biotehnologiya nizkotemperaturnogo konservirovaniya reproduktivnyh kletok ryb // Okruzhayuschaya sreda i chelovek. Sovremennye problemy genetiki, selekcii i biotehnologii: materialy Mezhdunar. nauch. konf. i molod. nauch. konf. pamyati chlen.-kor. RAN D. G. Matishova (Rostov-na-Donu, 5-8 sentyabrya 2016 g.). Rostov n/D: YuNC RAN, 2016. S. 534-536.

13. Krasil'nikova A. A., Tihomirov A. M. Korrelyaciya ob'emov endocellyulyarnogo protektora v kriozaschitnyh sredah i vnutrikletochnoy zhidkosti spermatozoidov osetrovyh ryb // Estestvennye nauki. 2015. № 3 (52). S. 105-111.

14. Krasil'nikova A. A. Sovershenstvovanie processa kriokonservacii reproduktivnyh kletok samcov ryb: avtoref. dis.. kand. biol. nauk. Astrahan', 2015. 24 s.

15. Matishov G. G., Ponomarev S. V., Bakaneva Yu. M., Bolonina N. V., Grozesku Yu. N., Kokoza A. A., Raspopov V. M., Ponomareva E. N., Fedorovyh Yu. V., Lagutkina L. Yu., Belaya M. M., Bahareva A. A., Krasil'nikova A. A. Spravochnik rybovoda. Innovacionnye tehnologii akvakul'tury yuga Rossii. Rostov n/D: Izd-vo YuNC RAN, 2013. 224 s.

16. Ponomareva E. N., Bogatyreva M. M., Tihomirov A. M. Povyshenie vyzhivaemosti polovyh kletok v processe kriokonservacii s ispol'zovaniem elektrostimulyacii // Dokl. Akad. nauk. 2010. T. 431, № 2. S. 264-265.

17. Ponomareva E. N., Krasil'nikova A. A., Tihomirov A. M., Firsova A. V. Novye biotehnologicheskie metody kriokonservacii reproduktivnyh kletok osetrovyh vidov ryb // Yug Rossii: ekologiya, razvitie. 2016. T. 11, № 1. S. 59-68.

18. Ponomareva E. N., Krasil'nikova A. A., Firsova A. V., Belaya M. M. Kriokonservaciya reproduktivnyh kletok ryb: istoriya i perspektivy // Rybnoe hozyaystvo. 2017. № 4. S. 85-88.

19. Cabrita E., Sarasquete C., Martínez-Páramo S., Robles V., Beirão J., Pérez-Cerezales S., Herráez M. P. Cryopreservation of fish sperm: Applications and perspectives (Review) // Journal of Applied Ichthyology. 2010. Vol. 26, iss. 5. P. 623-635.

20. Sampath Kumar J. S., Betsy C. J. Cryopreservation of fish gametes and its role in enhancing aquaculture production. Book Chapter // Advances in Marine and Brackishwater Aquaculture. 2015. P. 241-246.

21. Persov G. M. Dozirovanie spermiev kak sposob upravleniya oplodotvoreniem yaycekletok osetrovyh // Dokl. Akad. nauk SSSR. 1953. T. 90, № 6. S. 1183-1185.

22. Tihomirov A. M. Rezul'taty kriokonservacii spermatozoidov sevryugi s ispol'zovaniem raznyh krioprotektorov // Konservaciya geneticheskih resursov. Materialy HVI sovesch. Puschino: IBK RAN, 2002. S. 56-61.

23. Ivanov A. P. Rybovodstvo v estestvennyh vodoemah. M.: Agropromizdat, 1988. 367 s.

24. A. s. SSSR № 1412035. Sposob polucheniya ikry ot samok osetrovyh ryb / Podushka S. B.; zayavl. 24.11.1986.

25. Nikonorov S. I., Vitvickaya L. V. Ekologo-geneticheskie problemy iskusstvennogo vosproizvodstva osetrovyh i lososevyh ryb. M.: Nauka, 1993. 251 s.

26. Lakin G. F. Biometriya: ucheb. posobie dlya un-v i ped. in-v. M.: Vyssh. shk., 1973. 343 s.

27. Adler Yu. P. Vvedenie v planirovanie eksperimenta. M.: Metallurgiya, 1969. 155 s.

28. Vasnecov V. V. Etapy razvitiya kostistyh ryb // Ocherki po obschim voprosam ihtiologii. M.; L.: Izd-vo AN SSSR, 1953. S. 207-217.

29. Muhachev I. S. Biologicheskie osnovy rybovodstva: ucheb. posobie. Tyumen': Izd-vo TGU, 2004. 300 s.

30. Kasimov R. Yu. Sravnitel'naya harakteristika povedeniya dikoy i zavodskoy molodi osetrovyh v rannem ontogeneze. Baku: Elm, 1980. 135 s.

31. Kokoza A. A. Metody i kriterii kachestva molodi osetrovyh ryb, vyraschennoy na osetrovyh rybovodnyh zavodah // Biologicheskie osnovy osetrovodstva. M.: Nauka, 1983. S. 178-190.

32. Luk'yanenko V. I., Kasimov R. Yu., Kokoza A. A. Vozrastno-vesovoy standart kaspiyskih osetrovyh. Volgograd, 1984. 228 s.


Login or Create
* Forgot password?