INFLUENCE OF DISRUPTING CONDITIONS OF EGGS INCUBATION ON SURVIVAL AND GENETIC POLYMORPHISM OF LARVAE OF RUSSIAN STURGEON (ACIPENSER GULDENSTADTII BRANDT)
Authors:
1.
All-Russian Scientific Research Institute of Irrigation Fish Breeding of Russian Academy of Agricultural Sciences (village named after Vorovskiy, Noginskiy region, Moscow region)
2.
All-Russian Scientific Research Institute of Irrigation Fish Breeding
3.
Northern-Western Basin Department on Protection, Reproduction of Fish Resources and Regulation of Fishery "Sevzaprybvod" St. Petersburg
4.
All-Russian Scientific Research Institute of Irrigation Fish Breeding of Russian Academy of Agricultural Sciences (village named after Vorovskiy, Noginskiy region, Moscow region)
Type:
Article
Pages:
from 77
to 86
Status:
Published
Received:
05.12.2015
Accepted:
25.12.2015
Published:
25.12.2015
Subject area:
UDK 597.17:597.442
GRNTI 34.39 Физиология человека и животных
GRNTI 62.13 Биотехнологические процессы и аппараты
GRNTI 69.01 Общие вопросы рыбного хозяйства
GRNTI 69.25 Аквакультура. Рыбоводство
GRNTI 69.31 Промышленное рыболовство
GRNTI 69.51 Технология переработки сырья водного происхождения
GRNTI 87.19 Загрязнение и охрана вод суши, морей и океанов
GRNTI 34.39 Физиология человека и животных
GRNTI 62.13 Биотехнологические процессы и аппараты
GRNTI 69.01 Общие вопросы рыбного хозяйства
GRNTI 69.25 Аквакультура. Рыбоводство
GRNTI 69.31 Промышленное рыболовство
GRNTI 69.51 Технология переработки сырья водного происхождения
GRNTI 87.19 Загрязнение и охрана вод суши, морей и океанов
Language:
Russian
Keywords:
Russian sturgeon, caviar incubation, genetic heterogeneity, illumination, flow rate
Abstract (English):
The experiments were conducted on the small portions of embryos or larvae (about 1000 specimens) of Russian sturgeon ( Acipenser guldenstadtii Brandt) under the conditions of the Aleksandrovskiy sturgeon fish-farming plant (the Astrakhan region). In the 1st experiment (3 versions), the fluctuations of the boxes of apparatus "Sturgeon" with developing embryos from three females of sturgeon (beginning from the stage of neurula) were stopped for 24 hrs, whereas the control boxes continued to move in standard regime. The absence of movement of incubation boxes led to worsening of oxygen regime and decreasing of the number of hatching larvae of all three females. In the 2nd experiment (2 versions), the incubation of embryos was performed in conditions of constant light, or in constant darkness in combination with the limitation of amplitude of fluctuations of incubation boxes, which led to sharp decrease in hatching larvae in the 2nd version.The larvae were grown further in the same conditions of constant light or constant darkness as before hatching. At the stage 44, all larvae were frozen for the subsequent genetics-biochemical analysis, which was carried out by the method of electrophoresis in polyacrylamide gel. The genetic heterogeneity of samples was evaluated by the frequency of occurrence of alleles, by the level of the observed and expected heterozygosity and by the criterion χ2. In the experiment 1, the studies of influence of flowage on the locus of malate dehydrogenase showed the absence of differences between experimental and control progeny; however, in progeny of females No. 2 and No. 3 the decrease of homozygous genotype B′B′ was noted. The displacement of equilibrium D in direction to heterozygosity was noted. On the locus of esterase the equilibrium also was disordered due to an increase in heterozygotes number. In the experiment 2, the increased mortality of larvae at constant light, on the contrary, led to displacement of equilibrium in direction of homozygosity on the both investigated loci. The results of the experiments suggested to optimize the process of rearing up of sturgeon larvae and fry for releasing into natural reservoirs by changing the plant conditions in direction of natural conditions.
The experiments were conducted on the small portions of embryos or larvae (about 1000 specimens) of Russian sturgeon ( Acipenser guldenstadtii Brandt) under the conditions of the Aleksandrovskiy sturgeon fish-farming plant (the Astrakhan region). In the 1st experiment (3 versions), the fluctuations of the boxes of apparatus "Sturgeon" with developing embryos from three females of sturgeon (beginning from the stage of neurula) were stopped for 24 hrs, whereas the control boxes continued to move in standard regime. The absence of movement of incubation boxes led to worsening of oxygen regime and decreasing of the number of hatching larvae of all three females. In the 2nd experiment (2 versions), the incubation of embryos was performed in conditions of constant light, or in constant darkness in combination with the limitation of amplitude of fluctuations of incubation boxes, which led to sharp decrease in hatching larvae in the 2nd version.The larvae were grown further in the same conditions of constant light or constant darkness as before hatching. At the stage 44, all larvae were frozen for the subsequent genetics-biochemical analysis, which was carried out by the method of electrophoresis in polyacrylamide gel. The genetic heterogeneity of samples was evaluated by the frequency of occurrence of alleles, by the level of the observed and expected heterozygosity and by the criterion χ2. In the experiment 1, the studies of influence of flowage on the locus of malate dehydrogenase showed the absence of differences between experimental and control progeny; however, in progeny of females No. 2 and No. 3 the decrease of homozygous genotype B′B′ was noted. The displacement of equilibrium D in direction to heterozygosity was noted. On the locus of esterase the equilibrium also was disordered due to an increase in heterozygotes number. In the experiment 2, the increased mortality of larvae at constant light, on the contrary, led to displacement of equilibrium in direction of homozygosity on the both investigated loci. The results of the experiments suggested to optimize the process of rearing up of sturgeon larvae and fry for releasing into natural reservoirs by changing the plant conditions in direction of natural conditions.
Keywords:
Russian sturgeon, caviar incubation, genetic heterogeneity, illumination, flow rate
Russian sturgeon, caviar incubation, genetic heterogeneity, illumination, flow rate
Введение В современных условиях воспроизводство осетровых рыб для пополнения естественных популяций осуществляется в основном в индустриальных условиях - на специализированных осетровых рыбоводных заводах (ОРЗ). Однако воспроизводство в заводских условиях, отличающихся от природных световым, гидрохимическим и гидрологическим режимами и другими параметрами, оказывает селективное действие на генофонд и характеристики потомства [1-7]. При исследованиях осетровых изучение селективного влияния рыбоводства показало, что выпуск «заводской» молоди в естественные водоемы приводит к увеличению доли менее продуктивных, но более жизнестойких гетерозиготных особей. В перспективе это обусловливает сокращение численности популяций и их постепенную деградацию в последующих поколениях [8-11]. Определение характера реактивности организмов на действие различных факторов окружающей среды (в том числе в искусственных условиях) и выяснение особенностей наследования этой реактивности остаются актуальными направлениями исследований в биологии. При этом особое внимание обращается на изменчивость признаков, которая рассматривается как основа для отбора и один из ведущих факторов филогенеза и видообразования. Эмбриональное развитие рыб является важным этапом онтогенеза, результат которого определяет последующую численность популяции и её генетическое разнообразие. В этот период развивающийся организм в наибольшей степени подвержен влиянию факторов внешней среды, среди которых существенное значение имеют освещенность и проточность. Свет необходим для формирования нейроэндокринной системы (эпифиз-гипоталамус), обеспечивающей связь организма с внешней средой. Изменение интенсивности светового потока и его спектра в процессе развития икры отражается на морфометрических признаках зародышей, скорости их роста и выживаемости, в частности, полная темнота приводит к увеличению смертности эмбрионов некоторых видов рыб [12, 13]. Интенсивность освещения оказывает влияние на темп роста рыб и на более поздних стадиях онтогенеза [14]. Недостаток кислорода при отсутствии проточности также приводит к нарушениям эмбриогенеза и гибели эмбрионов. Целью нашей работы было изучение влияния условий инкубации на ОРЗ (проточности и освещенности) на генетический полиморфизм личинок русского осетра. Ранее подобные исследования не проводились. Материалы и методы исследований Опыты по изучению влияния условий инкубации икры на генетические характеристики потомства русского осетра Acipenser guldenstadtii Brandt были проведены на базе Александровского ОРЗ в Астраханской области в апреле - мае 2011 г. Эксперимент 1 был поставлен для изучения возможных последствий остановки проточности воды в инкубационных аппаратах (происходящей на рыбоводных заводах при аварийном отключении насоса, подающего воду в инкубационный цех). В этом эксперименте была осуществлена раздельная инкубация небольших порций икры 3-х самок русского осетра с различным рыбоводным качеством в стандартном инкубационном аппарате «Осетр», что соответствовало 3 опытам с контролем для каждой самки. Икра каждой самки была оплодотворена спермой 4-х самцов. В каждой порции икры, взятой объемным методом из производственной партии после фунгицидной обработки фиолетовым К на стадии 4-8 бластомеров, находилось, ориентировочно, от 650 до 1000 икринок (точное число было определено после выклева личинок путем суммирования их количества с числом погибших эмбрионов). Каждая порция развивающейся икры была разделена на 2 части, которые были размещены в отдельных сетчатых ящиках инкубационного аппарата. В результате было получено 6 вариантов опыта. Средняя температура воды в период инкубации составляла 14-15 °С. Начало опыта - 24 апреля. Продолжительность инкубации (до начала вылупления) - 6 суток. Погибшую и покрытую сапролегнией икру через каждые 3-4 часа отбирали сачком для предотвращения распространения инфекции и учитывали поштучно. Для имитации нарушения условий инкубации при отключении электроэнергии «опытные» сетчатые ящики с развивающейся икрой переносились в аналогичный аппарат «Осетр» с водоподачей, отключенной на 24 часа. В результате развитие эмбрионов со стадии 19 - ранней нейрулы до стадии 22-23 - поздней нейрулы [15] проходило в «стоячей» воде, однако икра периодически перемешивалась вручную, одновременно с отбором пораженных сапролегнией икринок. «Контрольные» ящики инкубационного аппарата продолжали колебаться в стандартном режиме. Через сутки «опытные» инкубационные ящики были возвращены в свои ячейки и перемешивание икры в них возобновилось. Отлов личинок производился по мере их вылупления (в течение примерно 36 часов). Личинки на стадии 36 переносились в жестко закрепленные ящики аппарата «Осетр» с небольшим уровнем проточности), где осуществлялось их выдерживание в течение последующих 8 суток до стадии 44, предшествующей стадии начала экзогенного питания (стадия 45) [15]. На стадии 44 количество эндогенного желтка (имеющего материнский генотип) сокращается до минимума и начинают проявляться особенности индивидуального генотипа. Дальнейшее выращивание не проводили, поскольку, согласно принятой технологии, переход личинок на активное питание осуществляется в прудах. Выращенные личинки пересчитывались поштучно и замораживались в морозильной камере при температуре -20 °С. Эксперимент 2. Для изучения возможного влияния освещения на выживаемость эмбрионов и на возможный отбор наиболее приспособленных генотипов русского осетра был проведён дополнительный эксперимент на икре, полученной 24 апреля (одновременно с икрой, использованной в предыдущем эксперименте) и оплодотворенной спермой тех же самцов. В опыте использовалась икра самки с высоким показателем, около 97 %, нормального развития эмбрионов (% НРЭ), после определения этого показателя на 17-й стадии развития (маленькой желточной пробки). В 1-м варианте эмбрионы выдерживались при постоянном освещении (помимо общего освещения в цехе к инкубационному ящику была прикреплена постоянно включенная лампочка мощностью 40 Вт с отражателем). Во 2-м варианте черный полиэтилен, которым он был полностью изолирован от света, сократил также амплитуду колебаний инкубационного ящика по сравнению с 1-м вариантом. Остальные условия инкубации (температура воды, общая продолжительность, отбор и учет погибших эмбрионов) были такими же, как в эксперименте 1. Вылупляющиеся личинки были перенесены в жестко закрепленные ящики аппарата «Осетр», в которых осуществлялось их дальнейшее выдерживание. Основные условия выдерживания личинок были такими же, как в период инкубации - постоянное освещение или постоянная темнота. На стадии 44 личинки были пересчитаны поштучно и заморожены. Генетико-биохимические исследования проводили методом электрофореза в полиакриламидном геле. Этот метод позволяет охарактеризовать как индивидуальные генотипы рыб, так и уровень гетерогенности и аллельного разнообразия изоферментов исследуемой выборки в целом [10, 16]. Поскольку изоферменты различаются по своим свойствам (оптимум рН, активация ионами, сродство к субстратам, ингибиторам, активаторам, кофакторам), то характер их электрофоретического спектра отражает регуляторные механизмы, контролирующие метаболизм [17, 18]. В качестве генетических маркеров использовали 2 полиморфные ферментные системы: малатдегидрогеназу (MDG) и эстеразу (Est), у которых уже на личиночной стадии фенотипически проявляются индивидуальные спектры аллозимов. Генетическую гетерогенность выборок оценивали по частоте встречаемости аллелей, уровню гетерозиготности - наблюдаемой (Ноb) и ожидаемой (Не), критерию χ2 Харди - Вайнберга [19]. Данные по частотам генов были проанализированы с помощью теста χ2 на гетерогенность Д. В. Ниля и У. Д. Шелла [20], часто применяемого в популяционной генетике [3, 21]. Результаты исследования и их обсуждение Эксперимент 1. Прекращение колебательных движений инкубационных ящиков сопровождалось достоверным снижением выживаемости личинок в первых 2-х вариантах эксперимента (табл. 1). Наиболее четко (р < 0,001) это проявилось в потомстве самки № 2, давшей икру высокого рыбоводного качества (% НРЭ = 95), слабее (р < 0,05) - у самки № 1 (% НРЭ = 86). При развитии икры самки № 3 с % НРЭ = 58, на фоне высокой общей смертности эмбрионов, эта закономерность не проявилась. Таблица 1 Влияние нарушения режима инкубации на выживаемость эмбрионов русского осетра. Эксперимент 1 № самки Вариант % НРЭ Исходное число икринок Погибшие икринки, шт. (% ± m) Аномальные постэмбрионы, шт. (% ± m) Нормальные личинки (36 ст.), шт. (% ± m) 1 24-часовая остановка работы инкубационного аппарата 86 354 173 (48,9 ± 2,65) 27 (7,6 ± 1,41) 154 (43,5 ± 2,63) Непрерывный процесс работы (контроль) 293 111 (37,9 ± 2,83)* 31 (10,6 ± 1,80) 167 (57,0 ± 2,89)** 2 24-часовая остановка работы инкубационного аппарата 95 496 164 (33,1 ± 2,11) 25 (5,0 ± 0,98) 307 (61,9 ± 2,18) Непрерывный процесс работы (контроль) 533 92 (17,3 ± 1,64)** 5 (0,9 ± 0,41)** 436 (81,8 ± 1,67)** 3 24-часовая остановка работы инкубационного аппарата 58 405 270 (66,7 ± 2,34) 5 (1,2 ± 0,54) 130 (32,1 ± 2,32) Непрерывный процесс работы (контроль) 528 348 (65,9 ± 2,06) 4 (1,0 ± 0,43) 176 (33,3 ± 2,05) * p < 0,05, ** p < 0,001. Эксперимент 2. В этом опыте эмбрионы осетра были подвергнуты еще более сильному воздействию. Помимо ограничения колебательных движений инкубационных ящиков на протяжении всего процесса инкубации, сам процесс инкубации проходил в полной темноте. В стандартных производственных условиях свет в инкубационном цехе ОРЗ присутствует круглосуточно. Результаты воздействия постоянной темноты в сочетании с ограничением проточности приведены в табл. 2. Таблица 2 Влияние нарушения режима инкубации на выживаемость эмбрионов русского осетра. Эксперимент 2 Вариант N, шт. Отход икры по дням, шт. Общий отход за время инкубации, шт. Количество однодневных личинок, шт. 27.04 28.04 29.04 30.04-1.05 Постоянное освещение (контроль) 736 80 101 71 32 284 452 Постоянная темнота, ограничение подвижности инкубационных ящиков 678 75 351 71 77 574 104 Результаты генетико-биохимического анализа тканей замороженных личинок представлены в табл. 3-6. По частоте встречаемости аллелей локуса MDG В1 в потомстве всех самок между «опытом» и контролем достоверных различий не обнаружено (табл. 3). При этом выявлено разнонаправленное влияние проточности на гетерозиготность потомства самок № 2 и 3. У самки № 2 наблюдалось некоторое уменьшение гетерозиготности по сравнению с контролем (примерно на 10 %). В потомстве самки № 3, у которой уменьшение выхода личинок, вследствие прекращения колебательных движений инкубационного ящика, не проявилось, наоборот, отмечено незначительное увеличение гетерозигот (примерно на 7 %) по сравнению с контролем (табл. 3). Следует отметить, что у самки № 3 была очень низкая исходная гетерозиготность - 0,144, против 0,500 у самки № 1 и 0,262 у самки № 2. Генетические параметры по локусу MDG В2 у потомства самки № 1 свидетельствуют об увеличении доли гомозигот ВВ почти в 2 раза (с 14,5 до 25 %), соответственно частота встречаемости гетерозигот уменьшается в 1,5 раза (табл. 4). Аналогичная, но значительно менее выраженная тенденция наблюдалась в «опытном» варианте с икрой самки № 2. Однако у потомства самки № 3, напротив, доля гомозигот ВВ снижается в «опыте» более чем в 1,5 раза (с 43 до 26 %), а частота встречаемости гомозигот В′В′ возрастает с 27 до 40 % по сравнению с контролем. При этом достоверной разницы по гетерозиготности локуса и частоте встречаемости аллелей в «опыте» и контроле в потомстве разных самок нет, отсутствует и устойчивый тренд к повышению гетерозиготности или доли зигот различных типов в «опытных» вариантах. Таким образом, генетическая разнокачественность потомства разных самок по локусу MDG в «опыте» может быть обусловлена не столько влиянием условий среды, сколько генетическими особенностями икры самок № 1 и 3, а также сниженным рыбоводным качеством икры самки № 3 (% НРЭ = 58 против 98 у самки № 1). По локусу Est в потомстве самки № 1 количество гомозигот ее увеличивается в «опыте» по сравнению с контролем в 3 раза (с 2,5 до 8 %), а число гомозигот аа, напротив, снижается более чем в 2 раза (до 6,5 с 15 %). Частота встречаемости гетерозигот ае в этом варианте практически не изменяется. В потомстве самки № 2, напротив, происходит увеличение количества гетерозигот на 30 %, а частота встречаемости гомозиготного генотипа аа уменьшается по сравнению с контролем почти в 2 раза (до 16 с 31 %). Однако потомство самки № 3 показало высоко достоверные различия между «опытом» и контролем по генотипу aa, который был полностью элиминирован в «опыте», что обусловило рост гетерозиготности в целом. Однако по частотам встречаемости аллелей достоверных различий не обнаружено (табл. 5). Таблица 3 Частота встречаемости генотипов и аллелей MDG (В1) у личинок русского осетра в эксперименте 1 Вариант Генотипы Ν, шт. рВ ± m рВ′ ± m Но ± m Не ± m D χ2 G P ВВ* 100/100 ВВ′* 100/160 В′В′* 160/160 Самка № 1 - «опыт» 57 63,38 53 40,23 0 6,38 110 0,759 ± 0,029 0,241 ± 0,029 0,482 ± 0,048 0,366 ± 0,030 0,317 ± 0,082 11,08 10,87 < 0,001 Самка № 1 - контроль 58 65,25 58 43,5 0 7,25 116 0,75 ± 0,028 0,25 ± 0,028 0,5 ± 0,046 0,375 ± 0,028 0,333 ± 0,077 12,89 12,69 < 0,001 Самка № 2 - «опыт» 139 140,02 26 23,95 0 1,02 165 0,921 ± 0,015 0,079 ± 0,015 0,158 ± 0,028 0,145 ± 0,028 0,086 ± 0,098 1,21 0,98 > 0,5 Самка № 2 - контроль 110 112,55 39 33,9 0 2,55 149 0,869 ± 0,020 0,131 ± 0,020 0,262 ± 0,036 0,228 ± 0,029 0,151 ± 0,093 3,38 3,11 > 0,05 Самка № 3 - «опыт» 117 118,72 32 28,56 0 1,72 149 0,893 ± 0,018 0,107 ± 0,018 0,215 ± 0,034 0,192 ± 0,028 0,12 ± 0,097 2,16 1,9 > 0,5 Самка № 3 - контроль 77 77,47 13 12,04 0 0,47 90 0,928 ± 0,019 0,072 ± 0,019 0,144 ± 0,037 0,134 ± 0,033 0,078 ± 0,134 0,55 0,36 > 0,5 * Согласно [10]. Таблица 4 Частота встречаемости генотипов и аллелей MDG (В2) у личинок русского осетра в эксперименте 1 Вариант Генотипы Ν, шт. рВ ± m рВ′ ± m Но ± m Не ± m D χ2 G P ВВ* 100/100 ВВ′* 100/160 В′В′* 160/160 Самка № 1 - «опыт» 28 11,46 15 48,09 67 50,46 110 0,323 ± 0,032 0,677 ± 0,032 0,136 ± 0,033 0,437 ± 0,022 -0,668 ± 0,040 52,08 51,95 < 0,001 Самка № 1 - контроль 17 8,28 28 45,43 71 62,28 116 0,267 ± 0,029 0,733 ± 0,029 0,241 ± 0,040 0,392 ± 0,027 -0,384 ± 0,071 17,08 16,88 < 0,001 Самка № 2 - «опыт» 48 41,75 70 85,5 47 40,75 165 0,503 ± 0,028 0,497 ± 0,028 0,424 ± 0,039 0,5 ± 0,002 -0,152 ± 0,066 3,77 3,8 > 0,5 Самка № 2 - контроль 36 28,36 58 73,29 55 47,36 149 0,436 ± 0,029 0,564 ± 0,029 0,389 ± 0,040 0,492 ± 0,008 -0,209 ± 0,065 6,48 6,51 < 0,05 Самка № 3 - «опыт» 39 27,49 50 73,02 60 48,49 149 0,43 ± 0,029 0,571 ± 0,029 0,336 ± 0,039 0,49 ± 0,008 -0,315 ± 0,057 14,81 14,87 < 0,001 Самка № 3 - контроль 39 30,62 27 43,75 24 15,62 90 0,583 ± 0,037 0,417 ± 0,037 0,3 ± 0,048 0,486 ± 0,013 -0,383 ± 0,067 13,19 13,28 < 0,001 * Cогласно [10]. Таблица 5 Частота встречаемости генотипов и аллелей Est у личинок русского осетра в эксперименте 1 Вариант Генотипы Ν, шт. ра ± m ре′ ± m Но ± m Не ± m D χ2 G P aa ae ee Самка № 1 - «опыт» 11 41,26 145 84,49 13 43,26 169 0,494 ± 0,027 0,506 ± 0,027 0,858 ± 0,027 0,5 ± 0,002 0,716 ± 0,022 86,69 87,08 < 0,001 Самка № 1 - контроль 18 37,97 99 59,06 3 22,97 120 0,563 ± 0,032 0,437 ± 0,032 0,825 ± 0,035 0,492 ± 0,009 0,676 ± 0,031 54,87 55,8 < 0,001 Самка № 2 - «опыт» 28 43,5 118 87 28 43,5 174 0,5 ± 0,027 0,5 ± 0,027 0,678 ± 0,035 0,5 ± 0,002 0,356 ± 0,049 22,09 22,19 < 0,001 Самка № 2 - контроль 35 37,06 60 55,88 19 21,06 114 0,57 ± 0,033 0,43 ± 0,033 0,526 ± 0,047 0,49 ± 0,010 0,074 ± 0,087 0,62 0,62 > 0,05 Самка № 3 - «опыт» 0 20,51 95 53,98 15 35,51 110 0,432 ± 0,033 0,568 ± 0,033 0,864 ± 0,033 0,491 ± 0,010 0,76 ± 0,025 63,54 63,9 < 0,001 Самка № 3 - контроль 33 41 97 81 32 40 162 0,503 ± 0,028 0,497 ± 0,028 0,599 ± 0,039 0,5 ± 0,002 0,198 ± 0,063 6,32 6,35 > 0,05 Таблица 6 Частота встречаемости генотипов и аллелей Est у личинок русского осетра в эксперименте 2 Вариант Генотипы Ν, шт. рВ ± m рВ′ ± m Но ± m Не ± m D χ2 G P aa ae ee 24С:0Т 23 13,98 31 49,03 52 42,98 106 0,363 ± 0,033 0,637 ± 0,033 0,292 ± 0,044 0,463 ± 0,018 -0,368 ± 0,066 14,34 14,36 < 0,001 0С:24Т 8 4,63 21 27,75 45 41,63 74 0,25 ± 0,036 0,75 ± 0,036 0,284 ± 0,052 0,375 ± 0,035 -0,243 ± 0,103 4,38 4,27 < 0,5 Отсутствие достоверных различий по частотам аллелей и гетерозиготности Est, при существенной динамике генотипов, вплоть до выщепления, свидетельствует о том, что отбор в данном случае осуществляется на уровне генотипов. В эксперименте 2 по техническим причинам были получены данные только по локусу Est (табл. 6). Сравнение потомства, проинкубированного и выращенного при постоянной освещенности и в темноте, показало, что наблюдается снижение количество гомозигот аа почти в 2 раза - с 22 до 11 % и рост числа гомозигот ее с 49 до 60 %. Количество гетерозигот в обоих вариантах эксперимента одинаково (табл. 6). Однако достоверных различий по частоте встречаемости частот аллелей и гетерозиготности не обнаружено, что на фоне определенного преимущества гомозигот ее надо гомозиготами аа может подтверждать сделанное выше предположение об отборе по локусу Est на уровне генотипа. Таким образом, эксперимент 2 характеризовался высокой смертностью эмбрионов в период инкубации (вариант - полная темнота). Смещение равновесия в эксперименте 2 наблюдается в сторону гомозиготности, что связано, скорее всего, с селективным характером высокой смертности эмбрионов. В подавляющем большинстве вариантов «опыта» и контроля значения χ2 превышают допустимые, что говорит об отсутствии генетического равновесия в исследованных выборках. Это также свидетельствует о наличии как стрессового отбора в «опытных» вариантах, так и естественного отбора в контроле. Такую картину в целом можно трактовать как переменное преимущество генотипов в изменяющихся условиях среды. Однако в природе редко встречаются однозначные взаимодействия среды и генотипа. Скорее всего, и в данном случае два исследованных ферментных гена находятся в сложных отношениях с другими генами, возможны явления комплементарности генов, плейотропии и др., поэтому по результатам данного исследования нельзя сделать вывод о направлении отбора в пользу одного из генотипов или аллелей. Более того, различия в ответах потомства различных самок на внешнее воздействие связаны в первую очередь с исходным качеством рыбоводной икры и, как следствие, с разной долей нежизнеспособных эмбрионов (эксперимент 1). Большое значение, которое имеет получение высококачественной оплодотворенной икры на ОРЗ и других заводах, мы уже отмечали в более ранних работах [22]. Именно поэтому дальнейшие исследования целесообразно проводить не в производственных цехах, а в контролируемых, стандартизированных условиях, с использованием большего числа генетических маркеров. Как известно, изменение экологической среды одомашниваемых животных привело к появлению нового вектора отбора, определяемого, в частности, стрессорным действием постоянных факторов «доместикационной» среды, таких как человек, механизмы авторегуляции популяционной плотности, контролируемые условия разведения и содержания [23]. Поскольку связь генетической структуры популяции с её приспособленностью и численностью не вызывает сомнения, увеличение или элиминация каких-то определенных генотипов в процессе рыбоводства с целью выпуска в природные водоёмы является принципиальным моментом [4, 8-10, 24]. Для исключения селективной смертности определенных генотипов в ходе рыбоводного процесса необходимо оптимизировать и строго контролировать условия инкубации икры, выдерживания личинок и выращивания молоди на ОРЗ, приближая их основные параметры к природным.
1. Altuhov Yu. P. Geneticheskie posledstviya selektivnogo rybolovstva / Yu. P. Altuhov // Genetika. 1994. T 30, № 1. S. 5-21.
2. Altuhov Yu. P. Vnutrividovoe geneticheskoe raznoobrazie: Monitoring i principy sohraneniya / Yu. P. Altuhov // Genetika. 1995. T. 31, № 10. S. 1331-1357.
3. Altuhov Yu. P. Populyacionnaya genetika lososevyh ryb / Yu. P. Altuhov, E. O. Salmenkova, V. T. Omel'chenko. M.: Nauka, 1997. 288 s.
4. Altuhov Yu. P. Geneticheskie posledstviya selektivnogo rybolovstva i rybovodstva / Yu. P. Altuhov // Voprosy rybolovstva. 2000. T. 2, № 4 (8). S. 562-603.
5. Nikonorov S. I. Ekologo-geneticheskie problemy iskusstvennogo vosproizvodstva osetrovyh i lososevyh ryb / S. I. Nikonorov, L. V. Vitvickaya. M.: Nauka, 1993. 254 s.
6. Barannikova I. A. Problema sohraneniya osetrovyh Rossii v sovremennyy period / I. A. Barannikova, S. I. Nikonorov, A. N. Belousov // Osetrovye na rubezhe XXI veka. Mezhdunar. konf.: tez. dokl. Astrahan': Izd-vo KaspNIRH, 2000. S. 7-8.
7. Karnauhov G. I. Sohranenie bioraznoobraziya azovskoy sevryugi v sovremennyh ekologicheskih usloviyah / G. I. Karnauhov // Problemy i perspektivy razvitiya akvakul'tury Rossii: materialy Mezhdunar. nauch.-prakt. konf. Krasnodar: Zdravstvuyte, 2001. S. 44-45.
8. Ryabova G. D. O vozmozhnom vliyanii rybovodstva na geneticheskie i biologicheskie harakteristiki sevryugi / G. D. Ryabova, M. V. Oficerov, V. O. Klimonov, E. I. Shishanova, G. F. Dovgopol, R. P. Hodarevskaya // Sostoyanie i perspektivy nauchno-prakticheskih razrabotok v oblasti marikul'tury Rossii. M.: Izd-vo VNIRO, 1996. S. 269-274.
9. Ryabova G. D. Vliyanie rybovodstva na genotipicheskie i fenotipicheskie harakteristiki volzhskoy pozdney yarovoy sevryugi / G. D. Ryabova, V. O. Klimonov, K. I. Afanas'ev, G. A. Rubcova, F. F. Moskaleychik // Akvakul'tura osetrovyh ryb: dostizheniya i perspektivy razvitiya. M.: Izd-vo VNIRO, 2006. S. 213-216.
10. Ryabova G. D. Geneticheskaya izmenchivost' v prirodnyh populyaciyah i domesticirovannyh stadah osetrovyh ryb Rossii. Atlas allozimov / G. D. Ryabova, V. O. Klimonov, E.I. Shishanova. M.: Rossel'hozakademiya, 2008. 94 s.
11. Shishanova E. I. Geneticheskaya izmenchivost' sterlyadi (Acipenser ruthenus, Linnaeus, 1758) v processe domestikacii v usloviyah ustanovki zamknutogo vodosnabzheniya / E. I. Shishanova, A. D. Pavlov // Estestvennye i tehnicheskie nauki. 2013. № 1. S. 85-88.
12. Blanco-Vives B. Does lighting manipulation during incubation affect hatching rhythms and early development of sole? / B. Blanco-Vives, M. Alliaga-Guerrero, J. P. Cañavate, J. A. Muñoz-Cueto, F. J. Sánchez-Vázquez // Chronobiol. Int. 2011. No. 4. P. 300-306.
13. Lyubickaya A.I. Vliyanie razlichnyh uchastkov vidimoy chasti spektra na stadii razvitiya embrionov i lichinok ryb / A. I. Lyubickaya // Zoologicheskiy zhurnal. 1956. T. 35, vyp. 3. S. 1873-1886.
14. Vlasov V. A. Vliyanie sveta na rost i razvitie ryb / V. A. Vlasov, N. I. Maslova, S.V. Ponomarev, Yu. M. Bakaneva // Vestn. Astrahan. gos. tehn. un-ta. Ser.: Rybnoe hozyaystvo. 2013. № 2. S. 24-34.
15. Ob'ekty biologii razvitiya. Gl. XI. Osetr Acipenser güldenstӓdti /pod red. T. A. Detlaf. M.: Nauka, 1975. S. 217-277.
16. Peacock A. C. Serum protein electrophoresis in acrylamide gel / A. C. Peacock, S. L. Bunting, K. G. Queen // Sciense. 1965. Vol. 147. P. 1451-1543.
17. Mikodina E. V. Biohimicheskie markery ryb: spravochnik / E. V. Mikodina, T. I. Lapteva, A. E. Mikulin, M. A. Sedova, E. V. Ganzha, E. D. Pavlov, A. I. Manuhov. M.: Izd-vo VNIRO, 2011. 148 s.
18. Korochkin L. I. Genetika izofermentov / L. I. Korochkin, O. L. Serov, A. I. Pudovkin. M.: Nauka, 1977. 275 s.
19. Ayala F. Vvedenie v populyacionnuyu i evolyucionnuyu genetiku / F. Ayala. M.: Mir, 1984. 232 s.
20. Nil' D. V. Nasledstvennost' cheloveka / D. V. Nil', U. D. Shell. M.: Izd-vo inostr. lit., 1958. 389 s.
21. Zhivotovskiy L. A. Problemy analiza kompleksa priznakov / L. A. Zhivotovskiy // Ekologicheskaya genetika i evolyuciya: sb. nauch. tr. Kishinev: Shtiinca, 1987. S. 134-177.
22. Trenkler I. V. Zavisimost' vyzhivaemosti lichinok osetra i sevryugi ot kachestva razvivayuscheysya ikry i soderzhaniya rastvorennogo kisloroda v vode / I. V. Trenkler // Osetrovye na rubezhe XXI veka. Mezhdunar konf: tez. dokl. Astrahan': Izd-vo KaspNIRH, 2000. S. 277-278.
23. Kislovskiy D. A. Trudy: Izbr. soch. / D. A. Kislovskiy. M.: Kolos, 1965. 535 s.
24. Shishanova E. I. Vliyanie kriokonservacii spermy na vyzhivaemost' i geneticheskiy polimorfizm lichinok russkogo osetra / E. I. Shishanova, I. V. Trenkler, A. S. Mamonova // Vestn. Astrahan. gos. tehn. un-ta. Ser.: Rybnoe hozyaystvo. 2012. № 2. S. 105-111.
